Material Educativo

[PERGUNTE AO ESPECIALISTA IV] COVID-19

Pedro Del Peloso, microbiologista clínico, mestre em Saúde e Medicina Laboratorial e doutorando em Ciências Médicas, membro do BrCast – Brazilian Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing – Subcomite MAPC e Gerente de Microbiologia Clínica do Grupo D’Or São Luiz e Laboratório Richet , explica sobre os testes existentes para detecção de anticorpos para SARS-CoV-2, sua eficácia, indicação e interpretação em relação aos casos de COVID-19.



1. Atualmente, quais são os testes válidos para detecção de anticorpos para SARS-CoV-2?

Existem no momento algumas tecnologias sendo usadas para a detecção de anticorpos para SARS-Cov-2:  ELISA, Quimioluminescência e Imunocromatografia, esta última, sendo mais conhecida como “Teste Rápido”. 

2. Como funcionam os novos testes rápidos, recentemente liberados pela Anvisa, para serem realizados em farmácias? Quem estaria capacitado para analisar estes testes e quais condições seriam ideais?

As plataformas analíticas baseadas nas metodologias ELISA e Quimioluminescência, são técnicas quantitativas que só podem ser realizadas dentro do ambiente laboratorial, através de equipamentos automatizados, por profissional habilitado e seguindo padrões rígidos de controles de qualidade internos e externos e que, por isso, apresentam melhor desempenho analítico. Já os chamados “Testes Rápidos”, que são oficialmente denominados Point-of-care testing (POCT), são testes de fácil realização e não dependem de equipamentos para serem realizados, porém precisam de profissional habilitado e experiente para uma correta interpretação do resultado. Por isso, é que eles também devem ser realizados sob a responsabilidade de um laboratório clínico legalmente habilitado.  Além disso, todo teste diagnóstico precisa ser validado no laboratório antes de ser liberado para uso, para que se avalie as características de desempenho descritas pelos fabricantes. Em geral, os testes rápidos não possuem na validação do fabricante as características da população testada (prevalência da doença) e, na maioria das vezes, são avaliados um número reduzido de amostras, o que diminui a confiabilidade do teste. O papel do laboratório clínico é justamente ser responsável pela validação e interpretação adequada de novos testes de diagnóstico, realizando a comparação do desempenho à outras metodologias de referência já validadas em populações conhecidas de doentes, em fases diferentes de infecção e com várias possibilidades de interferência para, com isso, determinar a sensibilidade e especificidade dos testes. Além disso, qualquer realização de testes diagnósticos precisa observar a regulamentação da RDC n.302 de 13 de outubro de 2005.

3. O mapeamento de casos de COVID-19 confirmados mediante a realização de testes rápidos, é válido?

No caso específico dos testes rápidos para os anticorpos anti-SARS-Cov-2, é preciso observar as seguintes questões e limitações:

  • Para a produção de anticorpos e consequentemente a sua detecção, é necessário saber se o indivíduo testado teve sintomas e qual foi a intensidade, pois pacientes assintomáticos ou oligossintomáticos, podem não desenvolver anticorpos detectáveis.
  • Para a detecção de anticorpos IgM (fase aguda), o ideal é que o teste seja realizado entre o 3º e 7º dia a partir do início dos sintomas e para a detecção de anticorpos IgG (fase convalescente), o teste deve ser realizado após o 14º dia do início dos sintomas. Além disso, essa resposta é individual e depende do hospedeiro e das características do antígeno utilizado.
  • Nem todo indivíduo que foi assintomático, oligossintomático ou sintomático, vai desenvolver anticorpos anti-SARS-Cov-2, isso depende da resposta humoral individual de cada um.
  • A sensibilidade de detecção dos testes rápidos é baixa, justamente pela limitação da metodologia. Portanto, temos que admitir a possibilidade tanto de resultados falso-negativos (baixo valor preditivo negativo, ou seja, um resultado negativo não exclui a doença nem a possibilidade de infectar outros indivíduos), como falso-positivos (reações cruzadas com outros anticorpos). 
  • Um resultado negativo não exclui a possibilidade de infecção, principalmente nas fases iniciais da doença (primeiros 7-10 dias).
  • Os testes imunológicos rápidos não possuem acurácia suficiente para serem utilizados como triagem de quadros suspeitos de infecção pelo SARS-Cov-2.
  • Um teste positivo para IgG após 14 dias do início dos sintomas, tem bom valor preditivo positivo, mas deve estar correlacionado com outros dados clínicos e/ou laboratoriais.

4. O teste RT-PCR ainda é o mais indicado e o que possui mais confiabilidade para confirmação de casos de COVID-19?

Sim, o RT-PCR em tempo real (Reação em Cadeia da Polimerase com Transcrição Reversa) é o teste laboratorial de escolha para o diagnóstico de pacientes sintomáticos na fase aguda, porém detém uma sensibilidade de 70% em função das técnicas moleculares serem bastante dependentes da fase pré-analítica, necessitando de uma boa técnica de coleta da amostra clínica, sua conservação e transporte. Outro fator para um resultado falso-negativo, é a carga viral estar abaixo do limite de detecção do teste.

5. É possível prever, com alguma margem de segurança, qual o tempo de janela imunológica deve ser considerada para fazer o teste e assegurar um resultado fidedigno?

No caso do teste molecular por RT-PCR, o ideal é que ele seja colhido nos primeiros 5 dias após o aparecimento dos sintomas, onde, aparentemente, existe uma maior carga viral.  Algumas publicações descrevem uma diminuição de até 40% na carga viral a partir do 5º dia de sintomas.  Para os testes sorológicos, o ideal é a coleta após o 5º dia a partir do aparecimento dos sintomas para o IgM e após o 14º dia para o IgG.

6. Um profissional que já tenha sido positivo e tenha cumprido o afastamento padrão de 14 dias, pode retornar ao trabalho sem realizar o teste, com segurança? É possível o teste não detectar presença de IgG e IgM e existir a possibilidade de contágio?

É preciso primeiro entender as limitações e interpretação dos testes moleculares. Quando você realiza um teste molecular em um paciente sintomático para COVID-19, ele terá um alto valor preditivo positivo (fase aguda), porém já temos relatos na literatura de pacientes que permanecem com o teste molecular positivo por até 5 semanas após o desaparecimento dos sintomas. O princípio do teste molecular para o SARS-COV-2, se baseia na detecção do RNA viral. Portanto, o teste vai detectar qualquer fragmento de RNA viral que estiver na amostra, onde não há possibilidade de diferenciar se existe vírus viável e, portanto, infectante, ou se houve somente a detecção de um fragmento de RNA viral residual de infecção passada e já curada. No caso da sorologia, as limitações dos testes e as características humorais individuais de cada um, não apresentam a segurança necessária para tomar a decisão se um profissional poderá ou não retornar ao trabalho. Essa questão ainda permanece inconclusiva até o momento, mas alguns países só liberam seus profissionais para o retorno após um segundo teste molecular negativo. 

7. Testar todos os profissionais de saúde é uma conduta que pode garantir que não haverá disseminação e possibilitar a detecção e controle precoces de COVID-19?

Essa é uma questão complicada. A testagem com intenção de triagem dos profissionais de saúde por técnica molecular, por exemplo, vai servir somente para verificar quais desses profissionais podem estar positivos, porém assintomáticos. Esses profissionais podem desenvolver sintomas posteriormente ou continuar assintomáticos e infectantes. Se o teste for negativo, este profissional pode estar curado de infecção passada ou ainda não ter tido contato com o vírus e, portanto, vulnerável a doença.  No caso da sorologia, um resultado positivo para IgG, além da possibilidade de ser um falso-positivo, não há garantia que exista um fator protetivo para COVID-19. O exemplo clássico é a sorologia para HIV, onde o resultado positivo faz o diagnóstico da presença do vírus, porém não há fator protetivo contra a doença. 

8. O que deve ser considerado um resultado “falso-positivo” e quais os fatores incorrem para ser assim considerado?

Nos casos dos testes moleculares, um resultado falso-positivo pode estar atribuído a um limite de detecção muito baixo no desenvolvimento do teste, o que pode fazer com que uma quantidade muito reduzida de RNA viral seja detectada sem a presença de doença ativa. Isso já foi descrito na literatura em testes moleculares para a detecção de Mycobacterium tuberculosis, onde o aumento da sensibilidade através da diminuição do limite de detecção, produziu um maior número de resultados falso-positivos. No caso das sorologias, que até o momento ainda tem um número reduzido de publicações, um resultado falso-positivo, pode estar relacionado a reações cruzadas com outros anticorpos ou a própria limitação do teste. O que poderia acarretar uma conduta clínica inadequada.

9. O que deve ser considerado um resultado “falso-negativo” e quais os fatores incorrem para ser assim considerado?

No caso dos testes moleculares, como dito anteriormente, essas técnicas são bastante dependentes das fases pré-analíticas. Portanto, se não houver uma coleta da amostra clínica adequada, com transporte e armazenamento controlados seguindo os protocolos estabelecidos, existe a possibilidade de não haver quantidades suficientes de RNA viral que possam ser detectadas pela técnica (amostra insuficiente), ou que a quantidade de RNA viral na amostra esteja abaixo do limite de detecção do teste. Atualmente existe uma escassez nacional do meio UTM (Universal Transport Medium), que é o meio de referência para amostras submetidas aos testes moleculares. Um estudo recente demonstrou que coletar um swab de nasofaringe e colocá-lo em qualquer um dos 4 meios líquidos alternativos é igualmente eficaz. As instruções específicas para o manuseio das amostras variam de acordo com o meio de transporte, mas, em geral, se a amostra não puder ser enviada imediatamente após a coleta, ela deve ser refrigerada a 2-8°C por até 72 horas. Se o transporte não for possível dentro de 72 horas, a amostra deve ser armazenada a -70°C. Sem meio de transporte ou armazenamento adequado, as amostras degradam.  O RNA é menos estável que o DNA, portanto, se uma amostra não for transportada ou armazenada adequadamente, o risco de um resultado falso-negativo de RT-PCR aumenta. As amostras devem ser coletadas com swabs usando apenas pontas sintéticas, como nylon ou Dacron®, com haste de alumínio ou plástico. Os swabs de alginato de cálcio ou algodão com hastes de madeira são inaceitáveis, pois podem causar inibição nos testes moleculares. 

10. Qual a possibilidade de co-infecção por bactérias multirresistentes em indivíduos com COVID-19?

Para os pacientes graves, que são admitidos em Unidades de Terapia Intensiva, a possibilidade de infecção secundária tem que ser prevista. Esses pacientes provavelmente vão estar submetidos a procedimentos invasivos como ventilação mecânica, sonda vesical e cateter venoso central, portanto, além da possibilidade de pneumonia secundária comunitária por Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae, Staphylococcus aureus e Streptococcus pyogenes, a partir do 10º dia de internação em Unidades de Terapia Intensiva, o risco de aquisição de Infecções Relacionadas a Assistência à Saúde (IRAS) deve ser avaliado e estratégias de terapia antimicrobiana empírica baseadas nas prevalências de infecções bacterianas locais, associadas à solicitação de cultura de amostras clínicas, poderão ser utilizadas sob critério clínico.


Referências

Li Z, Yi Y, Luo X, et al. Development and clinical application of a rapid IgM-IgG combined antibody test for SARS-CoV-2 infection diagnosis [published online ahead of print, 2020 Feb 27]. J Med Virol. 2020;10.1002/jmv.25727. doi:10.1002/jmv.25727

Chen X, Zhou B, Li M, et al. Serology of severe acute respiratory syndrome: implications for surveillance and outcome. J Infect Dis. 2004;189(7):1158‐1163. doi:10.1086/380397

Guo L, Ren L, Yang S, et al. Profiling Early Humoral Response to Diagnose Novel Coronavirus Disease (COVID-19) [published online ahead of print, 2020 Mar 21]. Clin Infect Dis. 2020;ciaa310. doi:10.1093/cid/ciaa310

Haveri A, Smura T, Kuivanen S, et al. Serological and molecular findings during SARS-CoV-2 infection: the first case study in Finland, January to February 2020. Euro Surveill. 2020;25(11):2000266. doi:10.2807/1560-7917.ES.2020.25.11.2000266

Khan S, Siddique R, Shereen MA, et al. Emergence of a Novel Coronavirus, Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2: Biology and Therapeutic Options. J Clin Microbiol. 2020;58(5):e00187-20. Published 2020 Apr 23. doi:10.1128/JCM.00187-20

Cevik M, Bamford C, Ho A. COVID-19 pandemic – A focused review for clinicians [published online ahead of print, 2020 Apr 25]. Clin Microbiol Infect. 2020;S1198-743X(20)30231-7. doi:10.1016/j.cmi.2020.04.023

Leung GM, Lim WW, Ho LM, et al. Seroprevalence of IgG antibodies to SARS-coronavirus in asymptomatic or subclinical population groups. Epidemiol Infect. 2006;134(2):211‐221. doi:10.1017/S0950268805004826

Métodos Laboratoriais para Diagnóstico da Infecção pelo SARS-CoV-2

CDC – Coronavirus Disease 2019 (COVID-19)

CDC 2019-Novel Coronavirus (2019-nCoV) Real-Time RT-PCR Diagnostic Panel

Zou L, Ruan F, Huang M, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Upper Respiratory Specimens of Infected Patients. N Engl J Med. 2020;382(12):1177‐1179. doi:10.1056/NEJMc2001737

Xiao AT, Tong YX, Zhang S. Profile of RT-PCR for SARS-CoV-2: a preliminary study from 56 COVID-19 patients [published online ahead of print, 2020 Apr 19]. Clin Infect Dis. 2020;ciaa460. doi:10.1093/cid/ciaa460

Policy for Diagnostic Tests for Coronavirus Disease-2019 during the Public Health Emergency

False Negatives and Reinfections: the Challenges of SARS-CoV-2 RT-PCR Testing

Padoan A, Cosma C, Sciacovelli L, Faggian D, Plebani M. Analytical performances of a chemiluminescence immunoassay for SARS-CoV-2 IgM/IgG and antibody kinetics [published online ahead of print, 2020 Apr 16]. Clin Chem Lab Med. 2020;/j/cclm.ahead-of-print/cclm-2020-0443/cclm-2020-0443.xml. doi:10.1515/cclm-2020-0443

Wölfel R, Corman VM, Guggemos W, et al. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019 [published online ahead of print, 2020 Apr 1]. Nature. 2020;10.1038/s41586-020-2196-x. doi:10.1038/s41586-020-2196-x

Goyal P, Choi JJ, Pinheiro LC, et al. Clinical Characteristics of Covid-19 in New York City [published online ahead of print, 2020 Apr 17]. N Engl J Med. 2020;NEJMc2010419. doi:10.1056/NEJMc2010419

Zhao J, Yuan Q, Wang H, et al. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients of novel coronavirus disease 2019 [published online ahead of print, 2020 Mar 28]. Clin Infect Dis. 2020;ciaa344. doi:10.1093/cid/ciaa344

Young BE, Ong SWX, Kalimuddin S, et al. Epidemiologic Features and Clinical Course of Patients Infected With SARS-CoV-2 in Singapore [published online ahead of print, 2020 Mar 3] [published correction appears in JAMA. doi: 10.1001/jama.2020.4372]. JAMA. 2020;323(15):1488‐1494. doi:10.1001/jama.2020.3204

Pfefferle S, Reucher S, Nörz D, Lütgehetmann M. Evaluation of a quantitative RT-PCR assay for the detection of the emerging coronavirus SARS-CoV-2 using a high throughput system. Euro Surveill. 2020;25(9):2000152. doi:10.2807/1560-7917.ES.2020.25.9.2000152